Autres : rempotage, pulvé, greffe...

Ecologie chimique du cannabis
By azmaster,

N°7
 
 
 
 
Écologie chimique du Cannabis
 
David W. Pate
International Hemp Association, Postbus 75007,
1070 AA Amsterdam, Pays-Bas
 
Pate, D.W., 1994. L'écologie chimique du Cannabis. Journal de l'Association internationale du chanvre 2: 29, 32-37.
 
La production de cannabinoïdes et des terpènes(1) associés dans le cannabis est soumise aux influences de l'environnement ainsi qu’aux facteurs héréditaires. Leur biosynthèse se produit dans des glandes spécialisées qui peuplent la surface de toutes les structures aériennes de la plante. Ces composés servent apparemment comme des agents de défense dans différents rôles : anti-dessèchement, antimicrobien, anti-appétance et pigmentation par UV-B. En outre, les UV-B ambiants des tropiques, les plus intenses, en combinaison avec la labilité (2) des cannabidiol face aux UV-B, ont pu influer sur l'évolution d'un itinéraire biogénétique alternatif du cannabigerol au tétrahydrocannabinol dans certaines variétés.
 

 
Trichome glandulaire pétiolé producteur de résine (Briosi et Tognini 1894).
 
 
Introduction
 
Le Cannabis a pu être la première plante cultivée. Les archives historiques indiquent l'utilisation de cette plante pour le papier, le textile, l'alimentation et la médecine à travers l'histoire humaine (Abel, 1980). C'est une plante dioïque annuelle à feuilles palmées particulières, généralement composées d'un nombre impair de folioles. Sa meilleure croissance se produit sur des sols récemment retournés de teneur en azote élevée, il est donc commun comme mauvaise herbe persistante à la lisière des champs cultivés. La hauteur à l'âge adulte varie de 1 à 5 mètres, selon les impératifs environnementaux et héréditaires. Généralement, la plante mâle est un peu plus grande et plus abondamment fleurie. Ses fleurs ont cinq sépales jaunâtres et cinq anthères qui pendent à maturité, dispersant le pollen dans le vent. La plante femelle présente un aspect plus robuste en raison de ses branches plus courtes, la croissance dense de ses feuilles et des bractées associées aux fleurs. Sa fleur ne dispose que d’un mince périanthe adhérent, mais est également protégée par un bractéole en forme de coupe (ie, de bractées périphériques) maintenu par une foliole monophylle. Un akène (3) unique est produit par la fleur et ensuite relâché ou dispersé par les oiseaux. Le cycle de vie du mâle est complet après sa floraison, mais la femelle survit jusqu'à la maturité intégrale des semences.
 
Le cannabis semble être une usine virtuelle pour la production de composés métaboliques secondaires. Une variété d'alcanes a été identifiée (Adams, Jr. et Jones, 1973, De Zeeuw et al. 1973b, Mobarak et al. 1974a et 1974b), ainsi que des composés azotés (ElSohly et Turner 1976, Hanus 1975b), des flavonoïdes (Gellert et al. 1974, Paris et al. 1975b, Paris et Paris 1973) et d'autres composés divers (1976a et 1976b Hanus). Les terpènes apparaissent en abondance (Hanus, 1975a, Hendricks et al. 1975) et contribuent à l'odeur caractéristique de la plante (Hood et al. 1973) et à certaines de ses utilisations brutes, comme le haschisch. Les composés actifs de ces drogues sont apparemment propres à ce genre et sont appelées cannabinoïdes. Les cannabinoïdes ont été d'abord considérés comme des composés phénoliques, mais des études ultérieures ( Fetterman et al. 1971a, Masoud et Doorenbos 1973, les petites et Beckstead 1973, Turner et al. 1973b) ont démontré qu’ils existaient principalement sous la forme d'acides carboxyliques qui se décarboxylent facilement avec le temps (Masoud et Doorenbos 1973, Turner et al. 1973b), par chauffage (De Zeeuw et al. 1972a, Kimura et Okamoto 1970) ou dans des conditions alcalines (Grlic et Andrec 1961, Masoud et Doorenboos 1973). Il y a plus de 60 de ces composés présents dans la plante (Turner et al. 1980).
 
Beaucoup de choses ont été publiées concernant l'influence de l'hérédité sur la production de cannabinoïdes (par exemple, Fetterman et al. 1971b, Small et Beckstead 1973) mais les facteurs écologiques ont longtemps été suspectés d’avoir une influence importante par le stress qu’ils imposent à la plante de cannabis (Bouquet 1950). L’augmentation résultante de la biosynthèse des cannabinoïdes et des terpènes contenant la résine, dans la plupart des cas, semble être un avantage pour l'organisme en l'adaptant à une variété de situations qui menacent sa survie. Cette étude passe en revue ces défis biotiques et abiotiques et spécule sur l'utilité de la résine de cannabis pour la plante.
 
 
Distribution anatomique et biogenèse des cannabinoïdes
 
Les sites majeurs de la production de cannabinoïdes semblent être les glandes épidermiques (Fairbairn 1972, Hammond et Mahlberg 1973, Lanyon et al. 1981, Malingre et al. 1975) qui montrent une variation marquée de la taille, de la forme et de la densité, en fonction de la partie anatomique examinée. S'il n'existe pas de rapports publiés concernant des glandes présentes sur la surface des racines, la plupart des parties aériennes en possèdent, ainsi que les trichomes non-glandulaires (De Pasquale et al. 1974). Ces glandes épidermiques semblent se diviser en deux grandes catégories : pédonculées et sessiles. Les glandes pédonculées (Fig. 1) peuvent être constituées d'une seule cellule ou un petit groupe de cellules disposées en rosette sur un socle unique ou pluricellulaire. L’absence d'étude ontogénétique approfondie a conduit à l'hypothèse qu'une partie de cette variation peut être attribuable à l'observation des différents stades de développement (Ledbetter et Krikorian 1975). Les glandes sessiles ne possèdent pas de tige et ont des cellules sécrétrices se trouvant sur ou sous la surface de l'épiderme (Fairbairn, 1972). Dans les deux cas, les cellules glandulaires sont recouvertes d'une « gaine » sous laquelle les résines sont sécrétées par l'intermédiaire de vésicules (Mahlberg et Kim, 1992). Cette gaine se compose d'une cuticule qui recouvre une couche de polysaccharides (présumés être de la cellulose) provenant de la paroi primaire (Hammond et Mahlberg 1978). Les résines s’accumulent jusqu'à ce que la gaine se renfle loin des cellules sécrétrices, formant une structure sphéroïde. La résine est ensuite libérée par la rupture de la membrane ou à travers les pores de sa surface (De Pasquale 1974). La teneur en cannabinoïdes de chaque partie de la plante varie, parallèlement à la répartition des glandes (Fetterman et al. 1971, Honma et al. 1971a et 1971b, Kimura et Okamoto 1970, Ohlsson et al. 1971, Ono et al. 1972), bien que Turner et al . (1978) ne soient pas d’accord. Les racines ne contiennent que des traces. Tiges, branches et brindilles contiennent de plus grandes quantités, mais pas autant que sur les feuilles. Les feuilles végétatives contiennent des quantités variables en fonction de leurs positions sur la plante : les feuilles inférieures en possèdent moins et les supérieures plus. Les glandes des feuilles sont les plus denses sur la surface inférieure. La plus grande quantité de cannabinoïdes se trouve près de chaque extrémité apicale (Kimura et Okamoto 1970, Steinberg et al. 1975), bien que Ono et al. (1972) semblent différer sur ce point. Cette variation dans le placement des glandes peut être due ou bien à une perte de glandes lors de la maturation de la feuille, ou bien d’une plus grande dotation de glandes sur les feuilles produites lors de la maturation de la plante. Des études complémentaires sur ce point sont nécessaires.
 
Une fois que la différenciation sexuelle a eu lieu, la génération des organes reproducteurs féminins et de leurs bractées associées augmente la teneur totale en cannabinoïdes de la plante. Les bractées sous-tendant les fleurs femelles contiennent une plus grande densité de glandes que les feuilles. Le petit bractéole en forme de coupe (bractée périphérique) renfermant le pistil a la plus haute teneur en cannabinoïdes de toute la plante (Kimura et Okamoto 1970, Honma et al. 1971a et 1971b). En second vient la fleur elle-même (Fetterman et al. 1971b). Comme ce site n'a pas de structure épidermique glandulaire, les cannabinoïdes présents doivent provenir soit de sites de production encore non découverts, soit par simple adhérence de la résine de la surface intérieure du bractéole proche. Cette conjecture est appuyée par la constatation que les akènes ne contiennent pas de quantités substantielles de cannabinoïdes (Fetterman et al. 1971b, Ono et al. 1972). Les structures de reproduction de la plante mâle ont également une plus grande concentration de cannabinoïdes (Fetterman et al. 1971b, Ohlsson et al. 1971). Les glandes pédonculées ont été observées couvrant le tépale, avec des glandes fortement pédonculées sur le filament étamine (Dayanadan et Kaufman, 1976). En outre, des rangées de très grandes glandes sessiles se trouvent situées dans les rainures de l’anthère elle-même (Dayanadan et Kaufman 1976, Fairbairn, 1972) et fournissent apparemment un pollen d'une teneur en cannabinoïdes considérable (Paris et al. 1975a).
 
Delta-9-tétrahydrocannabinol (THC) est le cannabinoïde responsable des principaux effets psychoactifs de la plupart des préparations cannabiques (Mechoulam 1970). Dans certaines variétés de cannabis, d'autres cannabinoïdes homologues semblent avoir remplacé le groupe pentyle habituel lié à l'anneau aromatique par un propyle (De Zeeuw et al. 1972b & 1973a, Fetterman et Turner 1972, Gill 1971, Gill et al. 1970, Merkus 1971, Vree et al. 1972a, Turner et al. 1973a) ou occasionnellement par un groupe méthyle (Vree et al. 1971 et 1972b). D'autres propositions ont été faites pour une substitution par le butyle (Harvey, 1976) ou l’heptyle (Isbell 1973), mais ces derniers semblent particulièrement peu crédibles. Le THC est supposé être produit par la plante (Fig. 2) à partir du cannabidiol (CBD) qui, à son tour, est dérivé du cannabigerol (CBG) généré par des précurseurs non-cannabinoïdes (Hammond et Mahlberg 1994, Shoyama et al. 1984, Turner et Mahlberg 1988). Le CBG est aussi le précurseur biogénétique du cannabichromene (CBC). Certains des cannabinoïdes (par exemple, cannabielsoin, cannabinol, et cannabicyclol) sont probablement les produits de dégradation des cannabinoïdes produits par voie enzymatique (par exemple, le CBD, le THC et le CBC, respectivement).
 
 
Fig 2 :

Biosynthèse des acides cannabinoïdes (redessinées d’après Shoyama et al. 1975): 1 = cannabigerol (CBG), 2 = cannabidiol (CBD); 3 = cannabichromene (CBC), 4 = delta-9-tétrahydrocannabinol (THC).
 
Les cannabinoïdes et le stress environnemental
 
Dessèchement
 
Le THC est une huile visqueuse hydrophobe (Garrett et Hunt 1974) qui résiste à la cristallisation (Gaoni et Mechoulam 1971) et est de faible volatilité (Adams et al. 1941). Comme les résines collantes produites et dégagées sur la surface de la plante sont des combinaisons variables de THC, d'autres cannabinoïdes et de terpènes, elles peuvent être considérées comme analogues aux revêtements cireux des cactus et autres plantes succulentes qui servent de barrière à la perte d’eau dans des environnements secs.
 
Bouquet (1950) a mentionné que les zones de culture de Cannabis de la partie occidentale et montagneuse du Liban sont moins favorables pour la production de résine en raison des vents marins humides. De Faubert Maunder (1976) a également observé que la résine nécessaire à la production du haschich n’est produite que «dans une ceinture passant de l'est du Maroc, suivant la région méditerranéenne, l'Arabie et le sous-continent indien et se terminant dans l'Indochine". Ce sont surtout des zones remarquables pour leurs précipitations éparses, une faible humidité et un climat ensoleillé. Est-ce simplement une coïncidence que la résine y soit produite ?
 
Les preuves expérimentales qui renforcent cette corrélation s'accumulent. Sharma (1975) a rapporté une plus grande densité de trichomes glandulaires sur les feuilles de cannabis dans des circonstances de culture xériques. Paris et al. (1975a) ont démontré une nette augmentation de la teneur en cannabinoïdes du pollen de cannabis lorsque l’humidité diminue. Murari et al. (1983) ont mis en place des cultures de cannabis dans trois zones climatiques de l'Italie et a relevé des niveaux de THC plus importants dans les plantes cultivées dans le climat dit "continental" (par opposition à «maritime»), le plus sec. Hakim al. (1986) rapportent que les souches de cannabis anglais riche en CBD et pauvre en THC produisent des quantités importantes de THC et peu de CBD lorsqu'elles sont cultivées au Soudan. Cette tendance a été accentuée chez la génération suivante de plantes.
 
Haney et Kutscheid (1973) ont montré des corrélations significatives entre la teneur en cannabinoïdes de la plante et les facteurs influant sur l'humidité du sol : teneur en argile ou en sable, pente du terrain, concurrence de la végétation environnante. Dans certains cas, ce dernier facteur a induit une plante rabougrie avec des «racines disproportionnellement petites », qui auraient tendance à augmenter à la fois la fréquence et la gravité du stress de dessèchement.
 
Dans une étude concernant 10 emplacements au Kansas, Latta et Eaton (1975) ont constaté de grandes différences dans la teneur en cannabinoïdes de la plante, en observant que « delta-9-THC était compris entre 0,012 à 0,49% et augmentait généralement à des endroits devenus moins favorables à la croissance des plantes, ce qui suggère qu’un stress augmenté de la plante renforce la production de delta-9-THC». Il a également été fait mention d'une corrélation positive entre la végétation concurrente et la teneur en THC. Bien que la zone d'échantillonnage n’ait pas été considérée comme très faible en humidité, ils ont émis l'hypothèse qu’ « une plus grande différence entre les lieux aurait pu être observée dans des conditions de sécheresse ».
 
Température
 
La température peut jouer un rôle dans la teneur en cannabinoïdes, mais peut-être seulement par association avec l'humidité disponible. Boucher et al. (1974) ont signalé une augmentation de la teneur en cannabinoïdes avec la température (32o C. vs 22o C.). Cependant, certaines variables (telles que l’augmentation de la perte d'eau en raison de l'évaporation accélérée et de la transpiration des plantes à des températures élevées) ont été laissées de coté. En revanche, Bazzaz et al. (1975), utilisant 4 écotypes de cannabis de caractères tropicaux et tempérés, ont démontré une diminution de la production de cannabinoïdes avec l’augmentation de la température (32o C. vs 23o C). D'autres études de Braut-Boucher (1980) sur des clones de 2 souches d'Afrique du Sud ont révélé un modèle plus complexe de la biosynthèse selon la souche, le sexe et les homologues chimiques produits. De toute évidence, une étude plus approfondie de ce paramètre est nécessaire.
 
Éléments nutritifs du sol
 
L’équilibre minéral semble influencer la production des cannabinoïdes. Krejci (1970) a constaté des augmentations liées a de « mauvaises conditions du sol» non spécifiées. Haney et Kutcheid (1973) ont montré l'influence des concentrations de K, P, Ca et N sur du Cannabis de l’Illinois. Ils rapportent une corrélation négative entre le K du sol et la teneur de la plante en delta 9-THC, bien que les interactions K-P, N et Ca ont été corrélées positivement avec elle. Ces minéraux affectent également la production de CBD, de delta-8-THC et de cannabinol (CBN), bien que ces deux derniers composés soient maintenant considérés comme étant des produits de dégradation spontanée du delta-9-THC. Balland et al. (1973) ont démontré l'importance d'un niveau optimal de Fe pour la synthèse végétale de THC. Latta et Eaton (1975) ont rapporté l’importance de Mg et Fe pour la production de THC, ce qui suggère que ces minéraux peuvent servir en tant que co-facteurs enzymatiques. Coffman et Gentner (1975) ont également confirmé l'importance du type de sol et de la teneur en minéraux et ont observé une corrélation négative significative entre la hauteur de la plante à la récolte et la teneur en THC. Fait intéressant, Marshman et al. (1976) rapportent de plus grandes teneurs en THC dans les plantes jamaïcaines poussant dans des sols «organiquement» enrichis (vs engraissés artificiellement).
 
Insectes prédateurs
 
Blesser la plante a été utilisé comme une méthode pour augmenter la production de résine (Emboden 1972). Cette augmentation peut être une réaction au dessèchement au-dessus du point d'interruption vasculaire. Dans des circonstances naturelles, une blessure survient le plus souvent à la suite d'attaques d'insectes. Il s'agit d'une source de stress de l'environnement où la production de terpènes et des cannabinoïdes pourrait diminuer. Le cannabis est soumis à peu de prédateurs (Smith et Haney 1973, Stannard et al. 1970) et a même été utilisé en extrait ou sous forme de poudre comme insecticide (Bouquet 1950) ou répulsif (Khare et al. 1974). Ses mécanismes apparents de défense comprennent une généreuse répartition de larges trichomes non glandulaires, l'émission de substances terpénoïdes volatiles, et de l'exsudation de collants cannabinoïdes. Le cannabis est souvent remarqué pour ses qualités aromatiques et bon nombre des terpènes produits sont connus pour posséder des propriétés répulsives vis-à-vis des insectes. Parmi ceux-ci, l'alpha et beta pinène, limonène, terpinéol et bornéol. Les pinènes et le limonène représentent plus de 75% des substances volatiles détectées dans l'atmosphère environnante, mais ne représentent que 7% de l'huile essentielle (Hood et al. 1973). Conformément à la densité de trichomes glandulaires et le contenu de cannabinoïdes, la majorité de ces terpènes est produite plus par les inflorescences que par les feuilles, et leur teneur est également plus importante dans la plante femelle (Martin et al. 1961).
 
Aucune étude de toxicité sur les insectes utilisant des cannabinoïdes isolés n’a été publiée à ce jour. Rothschild et al. (1977) ont montré que le cannabis mexicain riche en THC (par opposition au cannabis turc riche en CBD) est fatal à la larve de l’Ecaille Martre (Arctia caja), mais pas à la nymphe de sauterelle du Nigeria (Zonocerus elegans). Rothschild et Fairbairn (1980) plus tard ont révélé que le THC pur (vs CBD) pulvérisé sur les feuilles du chou, repousse le grand papillon blanc du chou (Pieris brassicae).
 
Les cannabinoïdes peuvent également servir de défense purement mécanique. Une minuscule créature traversant la surface de la feuille pourrait entraîner une rupture des réservoirs globulaires de résine des trichomes glandulaires (Ledbetter et Krikorian 1975) et s’engluer dans la résine. Un insecte mâcheur de bonne taille, capable de surmonter ces défenses, aurait encore de la difficulté à mastiquer la résine collante, avec les trichomes cystolithiques et les trichomes silicifiés présents sur la feuille. L'utilité de ces caractéristiques épidermiques comme anti-appétents est également un corollaire de leur présence prépondérante sur la surface de la feuille abaxial favorisée par l'insecte. Bien que les stratégies ci-dessus constituent un système en apparence complexe, beaucoup d'autres plantes (Levin 1973) et même des arthropodes (Eisner 1970) utilisent les mécanismes de défense similaire, en employant souvent des terpènes identiques!
 
Concurrence
 
Les terpènes peuvent également contribuer à supprimer la croissance de la végétation environnante (Muller et Hauge 1967, Muller et al. 1964). Haney et Bazzaz (1970) ont spéculé qu'un tel mécanisme peut être effectif chez le Cannabis. Ils ont en outre montré que, comme la production de terpènes n'est pas pleinement développée chez les très jeunes plants, cela peut expliquer leur incapacité à rivaliser avec succès avec d'autres végétaux jusqu'à être plus mature. L'observation (Latta et Eaton, 1975) d'une production accrue de THC par les plantes en concurrence avec la végétation environnante, « à une période de la saison de croissance où l'humidité n'était pas limitante», peut indiquer une stimulation de la production de cannabinoïdes différente de la simple pénurie d'eau.
 
 
 
Les bactéries et les champignons
 
Les cannabinoïdes peuvent servir de protecteur contre les microorganismes. Des préparations de cannabis ont longtemps servi de médicaments (en dehors de leurs propriétés psychoactives) et sont efficaces contre une grande variété de maladies infectieuses (Kabelic et al. 1960, Mikuriya 1969). Ces propriétés antibiotiques ont été démontrées à la fois avec des extraits de cannabis (Ferenczy et al. 1958, Kabelic et al. 1960, Radosevic et al. 1962) et différents cannabinoïdes isolés (ElSohly et al. 1982, Farkas et Andrassy 1976, Gal et Vajda 1970, Van Klingeren et Ten Ham 1976). Le CBG a été comparé (Mechoulam et Gaoni 1965) pour sa « structure et ses propriétés antibactériennes au grifolin, un antibiotique du basidiomycète Grifolia Conflens ». Ferency (1956) a démontré les propriétés antibiotiques des semences de cannabis, un facteur qui peut aider à sa survie lors de l'hivernage. La résine adhérente à la surface de la graine, ainsi qu’un paillis de feuilles de cannabis fanées autour, peuvent servir à cet égard.
 
Quelques-uns des nombreux agents pathogènes fongiques qui affectent notamment le cannabis comprennent Alternaria Alterata (Haney et Kutsheid 1975), Ascochyta prasadii (Shukla et Pathak 1967), Botryosphaeria marconii (Charles et Jenkins 1914), Cercospora cannabina et le C. cannabis (Lentz et al. 1974) , Fusarium oxysporum (McCain et Noviello 1985), Phoma sp. (Srivastava et Naithani 1979) et Phomopsis ganjae (McPartland 1984).
 
A. alterata attaque le cannabis de l’Illinois et détruit 2.8-45.5% des semences (Haney et Kutsheid 1975), le résultat chez ces espèces sont des taches foliaires. McPartland (1984) a démontré les effets inhibiteurs de THC et CBD sur Phomopsis ganjae. Toutefois, De Meijer et al. (1992), en évaluant une grande collection de génotypes de cannabis, n'a pas trouvé une corrélation entre la teneur en cannabinoïdes et l'apparition de Botrytis. L’évolution chez les champignons d'un mécanisme pour surmonter les défenses de la plante cannabinoïde peut être responsable de leurs succès comme agents pathogènes. En effet, certains sont capables de métaboliser le THC et d’autres cannabinoïdes (Binder 1976, Binder et Popp 1980, Robertson et al. 1975).
 
Le rayonnement ultraviolet
 
Un autre stress auquel les plantes sont soumises provient de leur exposition quotidienne au soleil. Bien que nécessaire pour maintenir la photosynthèse, la lumière naturelle contient des rayonnements ultraviolets biologiquement destructeurs. Cette pression sélective a apparemment affecté l'évolution de certaines défenses, parmi eux, un criblage chimique fonctionnellement analogue à la pigmentation de la peau humaine. Une enquête préliminaire (Pate 1983) a indiqué que, dans les zones de forte exposition rayonnement ultraviolet, les propriétés d'absorption des rayons UV-B (280-315 nm) par le THC peut avoir conféré un avantage évolutif pour le Cannabis, capable d'une plus grande production de ce composé à partir des précurseurs biogénétique CBD. La mesure dans laquelle cette production est influencée par un stress induit d’UV-B environnemental a été déterminée expérimentalement par Lydon et al. (1987). Leurs expériences montrent que dans des conditions d'exposition forte aux UV-B, le cannabis produit des quantités significativement plus élevées de THC. Ils ont également démontré l'instabilité chimique du CBD lors de l'exposition aux UV-B (Lydon et Teramura 1987), contrairement à la stabilité du THC et du CBC. Toutefois, les études de Brenneisen (1984) n’ont montré qu'une différence mineure en absorption UV-B entre le THC et le CBD, tandis que les propriétés d'absorption du CBC se révélèrent beaucoup plus grandes. Peut-être la relation entre les cannabinoïdes et UV-B n'est pas aussi simple que supposée de prime abord. Deux autres explications doivent désormais être prises en considération. Même si le CBD absorbe autant que le THC, dans des domaines de rayonnement UV-B ambiant élevé, le CBD peut être plus rapidement dégradé. Cela pourrait entraîner une baisse de la disponibilité du CBD présent ou faire de ce composé le moins énergiquement efficace a produire pour la plante. De plus, la plus grande capacité d'absorption UV-B du CBC par rapport au THC et la stabilité relative du CBC par rapport au CBD pourrait désigner cette substance comme un écran de protection. La présence de grandes quantités de THC devrait alors être expliquée comme un simple stock accumulé à la fin des réactions enzymatiques de formation de cannabinoïdes. Toutefois, des travaux supplémentaires sont nécessaires pour résoudre le fait que les expériences de Lydon (1985) ne montrent pas une augmentation de la production de CBC proportionnelle à l'augmentation à l’exposition aux UV-B.
 
Cette hypothèse de pigmentation au CBC impliquerait l'élaboration d'une alternative à la voie biochimique acceptée du CBG au THC par l'intermédiaire du CBD. Jusqu'en 1973 (Turner et Hadley, 1973), la séparation du CBD et du CBC par chromatographie en phase gazeuse a été difficile à accomplir, et les nombreux pics identifiés comme du CBD dans la littérature précédente aurait pu être du CBC. En effet, il a été noté (de Faubert Maunder 1970) et corroboré par GC / MS (Turner et Hadley, 1973) que certaines souches tropicales de cannabis ne contiennent pas de CBD du tout, mais ont du THC en abondance. Ce phénomène n'a pas été observé pour les variétés de Cannabis tempérées du nord. L’absence de CBD a conduit certains auteurs (de Faubert Maunder 1970, Turner et Hadley 1973) à spéculer qu'une autre voie biogénétique menant au THC est impliquée. Des faits épars à travers la littérature indiquent effectivement une alternative possible. Holley et al. (1975) ont montré que les plantes cultivées du Mississippi ont une teneur considérable de CBC, souvent plus que de CBD. Dans certains exemples, ou le CBD ou le CBC était absent, mais en aucun cas il n’y avait de plantes dépourvues des deux. L’analyse de cultures au Mexique et au Costa Rica a servi à accentuer cette tendance. Un seul exemple cultivé dans ces pays respectifs a révélé l’absence de CBD bien que des quantités appréciables de CBC aient été trouvées. L'inverse semble également vrai. Des semences du Mexique dépourvues de CBD ont été plantées dans le Mississippi et ont produit des plantes contenant du CBD.
 
Le CBC pourrait-il être impliqué dans des réactions biogénétiques alternatives menant au THC? Yagen et Mechoulam (1969) ont synthétisé du THC (quoique avec un faible rendement) directement à partir du CBC. La méthode utilisée est similaire à la cyclisation de CBD en THC par catalyse acide (Gaoni et Mechoulam 1966). Les sous-produits de réaction comprennent : cannabicyclol, delta-8-THC et Delta-4 ,8-iso-THC, produits qui ont été trouvés dans des analyses de cannabis (par exemple, Novotny et al. 1976). Enfin, les études de suivi des radio-isotopes (Shoyama et al. 1975) ont découvert le fait intrigant que le CBG radiomarqué alimentant une souche de cannabis très faible productrice de THC se retrouve dans le CBD, mais alimentant une souche de cannabis forte productrice de THC elle n’apparait seulement que comme CBC et THC. Du CBD marqué alimentant une plante mexicaine fortement productrice de THC est apparu en tant que THC. Malheureusement, les plantes n’ont pas été nourries de CBC radiomarqué, selon la conviction que le CBC n’intervient dans les réactions chimiques que jusqu’au CBD et pas ensuite. Leurs recherches ont indiqué que l’incorporation du CBG marqué dans le CBD ou le CBC dépendait de l’âge. Vogelman et al. (1988) signalent également que le stade de développement des jeunes plants, ainsi que leur exposition à la lumière, affecte l'apparition du CBG, du CBC ou du THC dans le cannabis mexicain. Aucune trace de CBD n’a été signalée.
 
Conclusions
 
Bien que la chimie du cannabis ait été soumise à des études intensives, d'autres travaux sont nécessaires pour montrer la relation de sa résine aux facteurs biotiques et abiotiques de l'environnement. Les trichomes glandulaires sont les sites de production de l'essentiel des composés secondaires présents. Il est probable que les cannabinoïdes et les terpènes associés servent d'agents de défense dans différents rôles : anti-dessèchement, antimicrobien, anti-appétences et pigmentation par UV-B. La sélection par les attaques UV-B semble être responsable de la distribution de variétés de cannabis riches en THC dans les zones de rayonnement ambiant élevé, et peut avoir influé sur l'évolution d'une voie biogénétique alternative du CBG au THC dans certaines de ces souches. Bien que les stress environnementaux semblent être un encouragement direct à une production chimique renforcée pour les plantes individuelles, il faut remarquer que de telles contraintes peuvent également biaiser les données en hâtant le développement de structures florales très glandulaires. Les études à venir nécessiteront un échantillonnage soigneux et représentatif pour assurer des résultats significatifs.
 
Quelques définitions :
 
Terpène : Les terpènes sont une classe d'hydrocarbures, produits par de nombreuses plantes, en particulier les conifères. Ce sont des composants majeurs de la résine et de l'essence de térébenthine produite à partir de résine.
 
Labilité : En chimie et en biochimie, la labilité est la capacité d'un nucléofuge (ou groupe partant) à pouvoir se détacher plus ou moins facilement d'une molécule. Plus un groupe se détache facilement, plus il est dit labile. Dans le cas particulier où le groupe partant est l'ion H+ (appelé « proton » puisqu'un atome d'hydrogène qui perd son unique électron n'est plus que réduit à son noyau, c'est à dire un proton), la labilité de ce proton donnera le caractère protique ou aprotique à la molécule qui le libère ou non.
 
 
Akène : En botanique, un akène (parfois écrit achaine ou achène) est un fruit sec, indéhiscent, à graine unique dont le péricarpe, plus ou moins sclérifié, n'est pas soudé à la graine (à la différence du caryopse).
Le terme est formé sur la racine grecque kainein, ouvrir, avec le préfixe privatif a, en référence au caractère indéhiscent de ce fruit.
L'akène résulte de la transformation d'un carpelle unique ou multiple (polyakènes).
Xérique : Milieu caractérisé par une aridité persistante.
 
Références
 
* Abel E., 1980. Marihuana: The first 12,000 years. Plenum Press, New York.
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v/c Dad-
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By ar-sparfell,
Temps approximatif : 5 minutes pour faire la greffe, une dizaine de jour pour qu'elle prenne Outils nécessaires :
- lame de rasoir ou de scalpel propre (passage flamme et/ou alcool si pas neuve)
- colle cyanolite (super-glue)
- sachet plastique genre congélation de 0.5-1L





Matériel nécessaire (consommables) :
- un pied pour faire le porte-greffe
- une branche d'une autre variété, de la taille d'une bouture environ Coût : Celui de la colle et su sachet... ramené au nombre de greffe -> quelques cents ou dizaines de cents. Réalisable seul : Oui Niveau technique: Amateur

Bonjour, le tutoriel qui suit vous donnera les bases pour greffer le cannabis en détaillant une méthode de greffe parmi tant d'autres mais qui a l'avantage de ne nécessiter que très peu de matériel et qui est très facile à réaliser.
 

Sommaire
 
I. Principe de la greffe
 
II. Procédure de greffe
 
III. Résultat
 
 
 
I. Principe de la greffe
Le principe de la greffe en horticulture est d'associer les propriétés d'un porte-greffe (vigueurs racinaire, adaptation à un sol particulier, résistance à la sècheresse) à celle d'un greffon (taille des fruits, goût plus intéressant).
Dans le cas des cultures fruitières, le cas de la vigne est le plus impressionnant puisque actuellement presque tous les pieds de vignes cultivés en France sont des greffes de cépages français sur des prote-greffe américains qui procurent une résistance au phylloxéra, maladie qui a aurait décimé tout le vignoble français sans la greffe sur porte-greffe résistant !
 
Les deux types de greffes les plus utilisés sont la greffe en écusson:
 




 
Surtout utilisée sur arbres fruitiers (agrumes et fruits à noyaux), et assez peux adaptées à notre cas.
 
Et la greffe en fente:
 




 
Qui est celle qui sera étudiée ici car beaucoup plus simple à mettre en œuvre dans notre cas.
 
Il existe beaucoup d'autre types de greffe (couronne, incrustation, chip-building, etc.), utiliser votre outils de recherche favoris pour en savoir plus.
 
 
 
II. Procédure de greffe
Le but étant d'obtenir deux variétés sur un seul plant ou de faire profiter des bienfaits d'une variétés au profit d'un autre, il vous faudra disposer d'au moins 2 variétés différentes.
 
Dans le cas présenté ici, le porte-greffe sera un pied de C-99 Hybrid de Female Seeds et la greffon sera une branche de Satori de Mandala Seeds.
Pas de bénéfice spécial d'un variété sur l'autre pour ce cas qui est une expérience pour le tutoriel, mais dans la pratique, il est intéressant d'avoir comme porte-greffe un plant avec une forte vigueurs racinaire, une bonne résistance à la sècheresse (pour la culture outdoor) par exemple.
 
Étape 1:
Sélectionnez la branche qui reçoit le greffon, et le greffon
Il est important que les deux soient de diamètre équivalent ou que le greffon soit d'un diamètre légèrement plus faible que le porte-greffe.
Essayez de sélectionner des branches "jeunes" (2-3mm de diamètre) qui ne soient pas trop lignifiées et surtout pas creuses à l'intérieur ce qui complique fortement la cicatrisation et la bonne alimentation en sève du greffon.
 
Voilà la branche choisie pour recevoir le greffon:
 




 
 
 
Le greffon est une extrémité de jeune branche d'un pied-mère de même diamètre.
 

Étape 2:
Coupez la branche porte-greffe entre deux nœuds et fendre la tige en deux au milieu sur environ 10-15mm
 




 
 
 
Préparez le greffon un peu comme une bouture, en ne laissant qu'une ou deux feuilles en plus de l'apex et en taillant fortement ces dernières.
Ne laissez que 20-30mm de tige sous la feuille la plus basse et couper l’extrémité en biseau sur une dizaine de millimètres.
 




 
 
 
 
 
Étape 3:
Assemblez les deux partie en "enfonçant" le greffon en biseau dans la fente du porte-greffe jusqu'au bas de la fente.
 




 
Maintenez les deux bords du porte-greffe bien contre la tige du greffon et déposez une toute petite goutte de colle cyanolite de chaque côté (cercle rouges) pour coller les bords du "V" formé par la fente contre la tige du greffon.
Maintenir une grosse dizaine de seconde le temps que la colle prenne puis relâcher.
Le greffon doit tenir correctement en place et il ne doit pas y avoir de "bulle" ou de vide entre le porte-greffe et le greffon.
 

Étape 4:
Bien vaporiser le greffon avec de l'eau comme on le ferait sur une jeune bouture, placer le sachet de congélation par dessus et refermer le zip jusque de part et d'autre du tronc sans forcément rentre le tout étanche. Le but est simplement de créer une atmosphère bien humide pour le greffon le temps que la greffe cicatrise.
 




 
 
 
La greffe est terminée, il faut maintenant attendre la cicatrisation.
Maintenir le niveau d'humidité assez élevé dans le sachet en vaporisant de l'eau une fois ou deux par jour.
Pour permettre aux feuille de respirer, il peut être intéressant de couper les coins du sachet de congélation pour laisser des trous d'environ 5-10mm de diamètre qui s'avèrent très pratique pour mettre un petit coup de spray par dessus et pas devoir sortir tout le sachet...
 
Précautions à prendre:
En plus de l'humidité, il est important de couper les éventuels départs de secondaires sous le point de greffe résultant de la coupe de la branche car ils dévient la sève nécessaire à la cicatrisation du greffon.
Ne pas trop arroser le porte-greffe pour éviter de noyer le greffon sous un afflux de sève trop important.
 
 
 
III. Résultat de la greffe
Au bout de quelques jours si le greffon est tout rabougrit avec la tige flétrie (pas juste un peu molle) c'est qu'il y a eu un soucis (mauvais contact avec le porte greffe le plus souvent) et que la greffe ne prend pas correctement.
Supprimez le greffon et repartez avec un nouveau sur une nouvelle branche ou un peu plus bas sur la même branche s'il y a la place (pas dans la même fente !).
 
En principe, en une semaine - 10j les bords de la fente se sont cicatrisés:
 




 
 
 
Et le greffon commence à repartir:
 




 
 
 

A partir de la, si comme dans l'exemple ici il s'agit d'une greffe sur une branche secondaire et que l'on conserve les autres branches, on aura une branche de Satori et des branches de C99, donc deux types de buds sur une même plante.
Si on a fait la greffe sur la tige principale ou que l'on coupe toutes les branches non-greffées, on aura qu'une sorte de buds mais avec le système racinaire du porte-greffe.
 

Dans le cas de pied-mères, on peut ainsi avoir plusieurs variétés sur un même pied donc moins de place, moins d'arrosages à faire...
 
Dans le cas d'une plante en OUT idem, on a plus de variétés mais moins de trous à creuser de l'eau à apporter et en choisissant bien le porte-greffe on peut améliorer la résistance à la soif de plusieurs variétés.
 
Le plant utilisé en projet ici a été transplanté en OUT, et voilà ce à quoi ça ressemble en début de flo:
 


 



 

La qualité des photos laisse à désiré mais pas de lumière = pas belle photos.
On a la zone greffée qui a parfaitement cicatrisée et qui s'est épaissie en même temps que le porte-greffe.
Niveau flo, tout le monde pomponne tranquillement.
 
Une vidéo illustrant les résultat d'une greffe multiple sur un plant: 6 à 11 greffons au Dampkring GS à Dam' (en english):
 
 
 

La technique de greffe développée ici est issue de celle décrite dans la vidéo (2'35), complémenté lors d'un voyage à Dam' par "l'interview" de Midnight Gardener par le rédacteur de ce guide.
 

Sources:
La définition Wiki de la greffe horticole Le site Greffer.net qui regroupe pas mal de conseils Youtuber "Urban Grower" "Interview" de Midngiht Gardener à Dam' dont les plantes sont montrées dans la vidéo Première version du guide par l'ancien membre "Leblond" sur son JDC.

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By azmaster,
N°5:
 
 
 
Bonjour,
 
Je me permet d'intervenir de nouveau car je vois de plus en plus d'utilisateurs de kb polysect ou autres génériques. Et au niveau des temps de destruction et sa toxicité, on lit un peu tout et n'importe quoi.
 
Le composé actif est la Bifenthrine, il s'agit d'un élément non métabolisable par les plantes, mais également liposoluble. Ceci veut donc dire que non seulement il pénètre à travers la plante mais que celui-ci une fois rentré n'est pas dégradé.
 
Seules les conditions physico-chimiques et les irradiations par IR et UV du milieu extérieur vont dès lors le dégrader.
 
Ce qui signifie qu'en cas d'usage répété ou en profondeur, il en restera encore plusieurs mois après la pulvérisation.
 
Pire, étant non utilisable par la plante, celle-ci peut réagir en le stockant dans sa vacuole prolongeant dès lors sa conservation et sa re-concentration.
 
Il faut également préciser que ce produit est extrêmement nocif pour l'environnement, surtout pour la faune aquatique qui réagit à de très faibles concentrations. De plus en solution, ce produit est relativement stable sur 5 ans s'il n'est pas soumis à des irradiions UV directes.
 
Enfin, il faut préciser qu'il s'agit d'un neurologique très puissant agissant chez l'homme et autres mammifères ainsi que sur toute la faune. Chez l'homme, la dose à risque est de 0.015mg/kg/j. Soit pour une application d'un produit à 25% chez un homme de 70 kg, une dose de 4.2 mg, son passage par voie respiratoire est de 100% et 12% pour la peau.
 
La dose toxique si elle est respirée est donc de 4.2mg, et si elle est appliquée sur la peau 35mg, soit quelques gouttes de pulvérisateur.
 
Normalement, ce produit est utilisé avec une combinaison totale suivi de deux douches, une avec combinaison, et l'autre sans.
 
 
Pensez à votre santé et à celle de votre entourage, pensez à l'environnement, pensez à la pollution des sources d'eau potable, et enfin pensez à vos pauvres plantes totalement gorgées de produit toxique.
 
 
Personnellement, je déconseille de fumer une herbe traitée avec n'importe lequel des systémiques chimiques.
 
Pour appuyer mes dires, voici le rapport toxicologique de la Bifenthrine :
 
ici
 
 
 
Ainsi que sa classification et la fiche d'information sécurité d'un générique du KB polysect (celle-ci n'étant pas disponible), à base de bifenthrine :
 
 
ici
 
Après les faits exposés, je vous propose de vous confectionner votre propre systémique 100% naturel, totalement bio et sans aucun danger pour vous ainsi que pour la nature, même après combustion.
 
A préciser, celui-ci peut être utilisé durant toute la croissance, ainsi que jusqu'à 3 semaines avant la récolte. Ceci pour une raison toute bête, le mélange risque de donner un gout citronné à votre herbe, il est donc préférable de lui laisser le temps de l'évacuer naturellement.
 
Matériels à ce procurer
 
-Un pulvérisateur
-Un couteau
-5 Cigarettes
-1 Citron vert
-2 ou 3 plant de Tanacetum cinerariifolium, ou de pyrèthre géants (ce dernier ce trouve partout et ressemble à de grande marguerite de toutes les couleurs), ou encore des chrysanthèmes.
-Du pH +
-De l'eau déminéralisé
-Un tensio-actif (liquide vaisselle)
 
Réalisation du produit
 
Prendre une bassine, y mettre 2 litres d'eau déminéralisée, décortiquer les cigarettes et les mettre dedans. Puis découper très finement une moitié de citron et le rajouter à la solution.
 
Broyer votre sources de Pyrèthre, puis l'ajouter à la solution. Laisser le tout infuser 48H à 25°c.
 
Passer le tout dans un filtre à café, remplissez, pour 1 litre, avec 500ml de solution et 500 ml d'eau du robinet
 
Ajouter ensuite 1 ml de tensio-actif, et équilibrer le pH à l'aide du pH+, à une valeur proche de 7.
 
 
Application
 
Avant de commencer l'application, il faut impérativement placer la plante 24 H à 15°c et la garder à cette température pendant les 5 jours d'application. Puis prenez soin de ne vaporiser que l'envers des feuilles, n'hésiter pas à mettre la dose. Ce traitement doit être continu sur 5 jours à raison de 3 pulvérisations par jour. Au bout de 5 jours, votre plante peut être à nouveau placée dans des conditions de température optimales. Puis les 5 jours suivant, vaporiser de l'eau déminéralisée au pH ajusté à 7, à raison de 2 ou 3 applications par jour, afin de retirer les cadavres attirant la moisissure et retirer les tensio-actifs encore présent, tout en lessivant de nouveau vos feuilles entrainant les insectes encore vivants.
 
 
Explications
 
-Le Pyrèthre est un insecticide très puissant d'origine naturelle, pratiquement systémique mais les insectes arrivent rapidement à s'y adapter.
 
-La nicotine a une action antifongique, antibiotique, et insecticide acaricide. En action seule peu efficace mais couplée au Pyrèthre, son action devient systémique.
 
-Le limonène, présent en forte quantité dans le citron vert est un très puissant insecticide et possède une faible action antibactérienne et antifongique. De plus sa facilité à perdre ses protons lui permet de dissoudre l'exosquelette externe des insectes lui permettant ainsi à lui et aux autres de pénétrer à l'intérieur de l'insecte.
 
-Le tensioactif permet le mouillage des feuilles ainsi que l'étalement du produit sur toute la surface.
 
-L'eau déminéralisée afin de ne pas laisser d'ions cristallisés sur les feuilles, ce qui pourrait les tuer.
 
-L'eau du robinet pour un apport faible en ions dissouts agissant en cofacteur enzymatique du système de défense induit par la solution et son caractère acide au niveau des feuilles. (et du chlore)
 
Ps: Ce produit est très efficace contre les araignées rouges, à rajouter en préventif une ipomea qui les attirera préférentiellement sur elle, et les tuera de part un de ses métabolites secondaire le LSA.
 
Voila, cordialement.
 
v/c Dad-
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By azmaster,
N°4 :
 
Suite :
 
III/Le stress thermique
 
Peu de plantes survivent à un température supérieure à 45°c, en revanche les tissus latents qui sont déshydratés (semence, bourgeon, pollen) supportent de températures bien plus élevées.
 
Exemple: Pollen T°c >120°c avant la destruction
 
1/ Une température foliaire élevée conduit à un stress hydrique
 
Certaines plantes, succulentes, sont adaptées à des conditions chaudes. Elles tolèrent des températures ambiante de l'ordre de 60 à 65°c. Cette tolérance est basée sur le type photosynthétique CAM (Crassula), qui ne transpire pas le jour. Leur adaptation repose sur le réémission des ondes IR (infra rouge), et d'une perte calorifique par convection et par diffusion dans l'air ambiant.
 
Chez C3-C4 il y a des processus de régulation différents, car repose essentiellement sur le refroidissement des feuilles via la transpiration stomatique. Pour ces plantes, quand les conditions environnementales induisent une réduction de l'ouverture des stomates, on observe une élévation thermique dans les feuilles. Le stress thermique, grand danger pour la culture en serre (et placard) est favorisé par une mauvaise ventilation et une humidité relative élevée.
 
2/ Impact d'un stress thermique sur la photosynthèse et la respiration
 
Tous les deux sont inhibés par une augmentation de la température foliaire, mais avec des cinétiques très différentes. La photosynthèse et beaucoup plus sensible à ce stress que la respiration, d'autant plus que la respiration est tous d'abord stimulée avant d'être inhibée.
 
La température à laquelle l'assimilation photosynthétique est nulle est appelée température au point de compensation . (Autant de CO2 fixé que perdu)
 
Au dessus de cette température, la photosynthèse ne compense plus les pertes de carbone dues à la respiration et à la photorespiration, donc les réserves carbonées diminuent.
 
Chez les plantes de types C3 ce déséquilibre est stimulé dans un premier temps, en réponse au stress thermique. Donc en terme de croissance, les C3 sont plus affectés par le stress thermique que les C4 et les CAM. (La photorespiration contribue à réduire la formation de forme toxique de l'oxygène par production de NADP(H)+ à la place du cycle de Calvin, l'augmentation de l'activité respiratoire en réponse au stress est due à l'augmentation de la respiration alternative insensible au cyanure). Augmentation de l'activité de la proteine AOX, respiration peu phosphorylante, besoin en énergie faible car croissance limitée.
 
Deux conséquences:
-Réduction des risques de formation de ROS dans la mitochondrie (forme toxique de l'oxygène).
-Permet le maintient du catabolisme oxydatif dans les mitochondrie par le cycle de Kelvin-Benson, utile au processus de photorespiration.
 
Le cycle de Krebs produit du CO2, comme la respiration et la photoréspiration, ce qui permet un maintient du catabolisme dans les mitochondrie, d'où une augmentation du CO2 dans les cellules, qui peut dès lors être réabsorbé par les chloroplastes.
 
3/ Impact d'un stress thermique sur l'intégrité membranaire.
 
L'augmentation de la température foliaire accentue la fluidité des membranes d'où une perte de fonctions physiologiques liées à ces membranes. (fonction des photosystème et de transport d'électron dans les chloroplastes et les mitochondries).
 
Pour certaines plantes, l'acclimatation à de fortes températures est associée à une accentuation des saturations des acides gras des lipides membranaires, aboutissant à une augmentation de la fluidité membranaire.
 
Pour les plantes sensibles (cannabis) sous des températures élevées, les protéines transmembranaires se lient plus fortement avec la phase lipidique de la membrane. La composition et la structure de la membrane sont alors modifiées ce qui engendre des fuites d'ions, accompagnées de l'inactivation de la photosynthèse et de la photorespiration.
 
NB : La photosynthèse est particulièrement sensible à l'augmentation de température, pour les PS2, la RuBisCO, la Gal-3-PDH, PEPc, la température à laquelle ces enzymes sont inactivées est plus élevée que la température à partir de laquelle la photosynthèse commence à diminuer.
 
4/Implication des protéines HSP dans la tolérance au stress thermique (résistance)
 
Les Heats shock Protein, Une partie sont synthétisées en réponse à des températures élevées ou à des chocs thermiques et aident les cellules à supporter le stress. C'est une réponse ubiquitaire (Animaux, Végétaux, Micro orga).
 
Quand la plante passe de 25°c à plus de 32°c, on observe la synthèse d'ARNm codant des HSP alors que la production de protéines communes est stoppée.
 
Il existe un grand nombre de HSP, et ont des rôles très importants:
 
-Haut poids moléculaire (60 , 70 , 90 KDa) et sont des protéines chaperonnes qui permettent la stabilisation et le folding des autres protéines. Permettent l'assemblage des complexes macromoléculaires).
 
-Protègent les acides minés hydrophobes des polypeptides non foldés vis à vis de l'environnement aqueux. Cela évite l'interaction hydrophobe entre les sous unités et ainsi l'agrégation des polypeptides.
 
-Impliqués dans la fonctionnalité de transport membranaire.
 
-Certaines HSP se lient et stabilisent temporairement des enzymes à une étape particulière du développement
cellulaire, et se séparent plus tard. (Activation/inhibition)
 
-Il a été démontré in vitro que les protéines associées aux HSP montrent une forte stabilité à la chaleur.
 
 
Il est intéressant de noter une accumulation de HSP dans les organes déshydratés surtout graine et bourgeon.
 
 
IV/Le stress salin (bientôt)
 
V/ Le stress minéral
 
VI/Les éléments
 
1/ L'azote
 
Constituant des acides aminés et nucléiques, des co-enzymes (atp,adp, chl...), et des hormones.
 
Présent sous forme NO3- et NH4+
Manque d'azote égale des plantes chlorosées, chétives et de petite taille.
Il s'agit d'un élément mobile, les feuilles âgées sont les premières touchées puis si carence sévère les jeunes feuilles sont atteintes, puis les feuilles âgées nécrosent. De plus on peut noter une accumulation d'antocyane (couleur violette des nervures).
 
2/ Le phosphore
 
Existe sous plusieurs formes dans la solution du sol, HPO(4)2-;H2PO(4)-;H3po4;PO(4)3- et Pi.
 
Problème fréquent à cause de ses propriétés dans le sol, selon le pH il peut précipiter avec l'aluminium ou le calcium et est alors indisponible.
 
Il est présent dans beaucoup de molécules, au niveau des liaisons esters : acide nucléique. Il à également un rôle structural et énergétique.
 
Son manque produit une réduction de croissance, sans que la chlorophylle ne soit affectée, on a des feuilles vert très foncé pouvant aller au rouge.
 
Le phosphore est un élément mobile, donc ce sont les feuilles âgées qui sont touchées en premier.
 
3/ Le potassium
 
Problème rencontré dans les sols sableux et/ou acide., provoque une chlorose inter-nervaire ainsi que de tiges chétives .
Il s'agit d'un élément très mobile, les feuilles âgées sont touchées en premier.
Il sert essentiellement au niveau des noyaux tetrpyroliques de la chlorophylle, des co facteurs enzymatiques et des enzymes avec atp/Mg.
 
4/ Le calcium
 
Associé aux pectines dans la paroi, messager secondaire dans énormément de réactions hormonales et utile au niveau de cofacteur enzymatique.
 
Sa carence est très rare car celle-ci entraine la mort de la plante en seulement quelques minutes. Pour lutter contre ça, la plante en emmagasine de grandes quantités.
 
Il existe cependant des carences car il s'agit d'un élément très peu mobile. Il provoque dans ce cas des nécroses au niveau des méristèmes, ainsi qu'un aspect visqueux des racines (A ne pas confondre avec la sécrétion des chelatants).
Ce type de carence se retrouve surtout hors sol ou au niveau des sol calcaire (oui-oui).
 
5/ Le fer
 
Composant des cytochromes, des protéines fer-souffre, des protéines à fonction énergétique.
De même présent au niveau de co-facteur, du transport des électrons, de la synthèse de la chlorophylle et de la nitrogénase.
Son manque entraine surtout des chlorose inter-nervaire. De plus il s'agit d'un élément peu mobile, feuilles jeunes touchées en premièr.
Provoque une forte baisse de la photosynthèse, de la respiration, de la photorespiration et de la croissance.
 
6/ Éléments métalliques
 
Zn, Cu, Mn, Ni, Mo, présents essentiellement dans le processus d'oxydo-réduction (metabolon channeling rediculum endoplasmic) ainsi qu'au niveau des co-facteurs enzymtiques, ainsi que dans certaines protéines.
 
Element mobile, un manque provoque des symptômes très variés et très durs à caractériser. Cependant il en résulte un arrêt de la croissance ainsi qu'une chlorose généralisé de manière tissu spécifique
 
7/ Les éléments secondaires
 
-Le chlore: rôle au niveau de l'osmose et des équilibres ioniques. Il est que très rarement en manque
 
-Le sodium: Rôle osmotique, provoque des chlorose, souvent des problèmes liés au excès du sol.
 
-Le bore: Rôle au niveau des paroi, associé aux pectines, de l'extension cellulaire et de la synthèse d'ADN.
 
 
ii/ Réponse physiologiques des plantes, comment font-elles pour éviter ces carences.
 
 
Le phosphate et le fer les deux principales carences. ils peuvent avec des interactions cations ou des métaux.
 
70% des sols sont acides ou basiques, dû aux engrais phosphatés.
 
Problème liés aux phosphates:
 
Provoquent la proliférations des bactéries ce qui rend les milieux anoxique (plus d'O2) pouvant entrainer une asphyxie des racines.
 
Pour lutter la plante peut augmenter ses capacités d'acquisition du phosphate.
 
 
1/ Chez A.thaliana
 
En cas de carence, augmentation des taux d'auxines racinaires provoquant une croissance en longueur et en largeur. Ainsi qu'une activation et une surproduction de récepteurs hormonales.
Stimulation de la synthèse d'éthylène, pour prévenir les autres plantes de la même espèce ainsi que provoquer la fabrication de poils absorbant plus long.
 
La plante va favoriser les racines au détriment des parties aériennes. Augmentation des cellules du trichloblaste donnant les poils absorbants.
 
 
2/Le Lupin blanc
 
 
La formation de racines est induite par rapport à la sévérité de la carence. Chez les plantes protéaces, une racine particulière est produite, elle se nomme racine protéoide.
L'auxine contrôle sa formation, étant très énergivore, peu de ces racines apparaissent et sont très contrôlées.
 
 
3/Les métaux
-occurrence
-effet direct
-stress oxydatif
6/Système cellulaire des plantes, de protection vis a vis des métaux
7/exclusion des métaux
8/sécrétion de chelatants
9/Les metaloproteines
10/Induction du système de détoxification
 
 
11/ Le sur-engraissage
 
Une notion très importante en chimie, et en biologie est la notion d'équilibre.
 
 
1/ Le transport passif
 
Au niveau d'une plante, selon les éléments, certains sont absorbés passivement par flux de protons. Ils suivent un flux décroissant de gradient de protons.
 
A savoir, pH du cytoplasme environ 7, pH de la vacuole (lieu de stockage des osmoticums) environ 5.
 
Il est donc facile en cas d'un sol basique ou neutre (avec un engraissage adapté) de faire entrer ces éléments jusqu'à la vacuole de la cellule.
 
A ce niveau, des événements peuvent se produire:
 
-Engraissage normal, au cour de l'assimilation le pH du sol varie, vu qu'il s'agit de transport symport H+ dépendant, ce pH va donc augmenter. au bout d'un moment celui-ci sera trop basique pour permettre l'absorption. Dans ce cas la plante va sécréter des acides organiques de type malate ou citrate qu'elle relâche dans la solution du sol, ce qui va redescendre la pH et permettre à nouveau l'absorption.
 
-Sur engraissage, dès le départ le pH est très bas, il se produit donc un influx rapide des éléments vers la vacuole.
Celle-ci ce retrouve vite en excès. Pour lutter contre ce phénomène la plante va absorber de l'eau jusqu'à sa turgescence maximal afin de diluer les éléments vacuolaires et revenir à un pH normal. (possible pendant un moment si le surengraissage et léger). Puis arrivée en turgescence max la vacuole va laisser s'échapper des ions qui vont modifier le pH du cytosol et bloquer la machinerie enzymatique entrainant la mort de la cellule
Ou alors au contraire, elle va faire sortir son eau afin d'obtenir la même concentration que dans la solution du sol et ainsi arrêter l'influx passif. Cependant la cellule va se retrouver dans un état déshydraté et mourir.
 
2/ Le transport actif
 
Le transport actif est en fait un transport à contre gradient, pour cela il nécessite de l'énergie sous différentes formes (ATP, ADP, VPI, UDP,GDP....).
 
A ce niveau différents événements peuvent se produire:
 
-Engraissage normal, certains éléments présents dans la vacuole sont plus concentrés que dans la solution du sol, il est donc impossible de les faire entrer par diffusion. En effet d'après la notion d'équilibre c'est la vacuole qui se viderait de son contenu dans la solution du sol. Dans ce cas un système actif est mis en route, toujours dépendant des protons, mais pas du gradient. Deux systèmes sont possibles:
-Transport symport (l'élément voulu et le H+ vont dans le même sens)
-Transport anti-port(l'élément et le H+ vont dans des sens opposés).
 
Ainsi grâce à une consommation d'énergie l'élément peut être absorbé en relâchant un H+ dans la solution du sol, le faisant ainsi devenir plus acide et donc meilleur pour le transport passif.
 
-Surengraissage, le même problème se pose comme pour un engraissage normal, sauf que là, les protons relâchés ne suffisent pas. De plus certains éléments sont en grande disposition alors que d'autres se retrouvent complexés. Dans ce cas il s'agit d'un stress et la plante y remédie en accédant au gène de "défense" (plus des gènes de survie que de défense,) aboutissant à une sécrétion d'acide et aux influx d'eau aboutissant à la mort des cellules, servant de ce cas a piéger les éléments en surnombre, afin de faire baisser la concentration de la solution du sol. Cependant ce mécanisme peut dans des cas de surengraissages sévères aboutir à la mort.
 
 
Voilà j’espère que vous avez compris, sinon posez des questions c'est fait pour ça.
 
 
 
 
Cordialement...
 
v/c Dad-
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By azmaster,
Bonjour à tous,
 
Je viens juste de rempoter mes plants et avec ma femme nous avons pris quelques photos.
 
Bien sûr, il n'y a rien de compliqué dans cette "affaire" mais sait-on jamais, ça pourrait peut être servir à quelqu'un de connaitre les p'tites astuces qui permettent de ne pas perdre quelques jours en blocage de la croissance du au fait que la plante doit réimplanter son système racinaire dans le nouveau substrat !!!
 
Si ce thread est gênant en quoi que ce soit (doublon, pas à sa place, etc...) merci de me prévenir, voir de le "virer" (pour les modos) si c'est de trop. (mais ça me ferait de la peine (ça m'a pris du temps)
 
:-D
 
Nous voici donc au 38ème jour de croissance (34 sur la photo), les plants sont arrivés à un point qui me satisfait en fonction de ce que je veux en faire.
 
Les plantes sont dans des pots de 3L (15x15x20), et pour le passage en floraison, je les rempotes dans des pots de 11L (25x25x30) afin qu'elles aient (les racines) toute la place nécessaire pour leur forte croissance pendant la période de stretch et que ce soit suffisant jusqu'à la fin de floraison.
 
Ignorez le petit pot, il s'agit d'un pied mère qui n'est pas concerné par cette affaire.
 

 
 
 
 
LE DEPOTAGE
 
Pour pouvoir dépoter facilement, j'ai volontairement laissé sécher le substrat un peu plus que de raison, mais à peine, ce qui ne présente aucun danger pour la plante.
Au contraire, après le rempotage et l'arrosage qui va s'ensuivre, ça va lui donner un petit coup de boost.
 
Vous avez au préalable "bouché" les trous de drainage présent au fond du pot par des cailloux ou des billes d'argile par exemple.
Le but n'étant bien sûr pas de rendre ces trous étanches au passage de l'eau mais au contraire de favoriser le drainage en empêchant que la terre vienne les obstruer en s'agglomérant à force d'arrosage, ce qui constitue à la longue une rustine empêchant ainsi l'eau de sortir, ce qui aurait de fortes chances de faire pourrir les racines.
 
Pour ma part, en ce qui concerne le rempotage final, je ne met pas de cailloux dans tout le fond du pot. J'essaye de garder le maximum de place pour le substrat.
je place donc simplement les cailloux sur les trous et je met ensuite un peu de terreau pour les maintenir.
 
Ce qui nous donne ça:
 

 
 
Au passage, n'oubliez pas de marquer immédiatement (si vous le souhaitez) le pot pour reconnaitre et/ou identifier la plante.
Si on ne le fait pas immédiatement, il y aura toujours un moment où l'on va se tromper.
Pour ma part, je décolle l'étiquette du petit pot pour la remettre sur le gros, bref.....
 

 
Pour dépoter, prenez le pot dans une main, et tenez la motte de l'autre en mettant par exemple le tronc entre le majeur et l'index, ou l'annulaire, enfin, comme bon vous semble.
Le principal est de maintenir l'ensemble sans faire de dégât.
 

 
 
Renversez le pot en prenant garde de ne pas abimer la plante en la faisant trainer par terre ou en la cognant un peu partout.
Pressez légèrement le fond et les cotés du pot si ça résiste un petit peu. Si le substrat est bien sec, ça ne colle pas et ça sort plutôt bien.
 

 
 
Constatez au passage où en étaient vos racines en ce qui concerne le remplissage du pot. vous en saurez comme ça un peu plus sur ce qu'il y a dessous en fonction de ce qu'il y a dessus.
 

 
 
 
LE REMPOTAGE
 
Enlevez délicatement les matériaux qui vous ont permis de boucher les trous de drainage de l'ancien pot (ici, des cailloux).
Faites attention de ne pas abimer les racines.
 

 
Pour faire repartir immédiatement le système racinaire de la plante, il conviendra de "casser" un peu la motte.
vous l'avez déjà un peu fait en libérant les matériaux qui étaient présent au fond du pots, mais dégagez encore les racines est un plus appréciable pour la reprise immédiate de la croissance.
"Casser" ne veux surtout pas dire de lui mettre un coup de pioche pour la briser, mais juste d'effriter un peu celle ci pour "casser" la forme du pot précédent, libérant ainsi les racines qui vont ainsi pouvoir repartir de plus belle dans le nouveau substrat.
Allez y délicatement, les racines sont très fragiles.
Pour ma part, je "casse" le dessous, les cotés ainsi que le dessus de la motte.
 
 

 

 
 
Une fois la motte bien effritée et les racines bien dégagées, présentez-là dans le pot pour constater sa hauteur par rapport à la surface du pot.
Enlevez-là et rajoutez ensuite autant de terreau qui convient pour que le haut de la motte arrive à fleur du pot.
 

 
A cette étape, on peut tremper le fond de la motte dans l'eau afin de permettre aux racines de mieux se coller au nouveau substrat.
 
Une fois fait, posez la motte dans le pot et, sans appuyer sur celle ci pour ne pas casser les racines, effectuez plusieurs petites rotations (pas des 360° bien sur) pour que les racines prennent leur place dans le substrat qui est au fond. ça aide aussi pour éliminer les éventuelles bulles d'air qu'il pourrait y avoir.
 

 

 
Remplissez ensuite les bords du pot avec un nouveau terreau.
 

 

 
Assurez vous qu'il n'y a pas de "trou d'air" en aidant la "terre" à descendre avec les doigts, mais ce, sans la tasser.
 
Remplissez jusqu'à la surface du pot ainsi qu'au dessus de la motte. aucune racine ne doit être à l'air libre.
 

 
Ensuite, attrapez votre pot, soulevez le de 1 à 2 cm et faites-le un peu taper par terre plusieurs fois.
Cela va faire descendre la terre par tassement.
Le but n'est pas vraiment de la tasser outre mesure (ce qui agglomèrerait le substrat et lui ferait perdre de ses capacités de drainage) mais de mettre la motte en place dans le nouveau substrat en enlevant les bulles d'air.
 

 
 
 
 
L'ARROSAGE
 
Cette partie est assez importante du fait que c'est elle qui va finaliser la mise en place de la motte dans le pot et faire partir les dernières bulles d'air.
 
Il va falloir procéder de la même manière que si l'on effectuait un rinçage de la plante comme on le ferait par exemple pour éliminer un surplus d'engrais afin d'éviter de la "griller".
 
Pour ce faire, il faut déjà commencer par la mise en température de l'eau.
Celle-ci est au top quand elle est équivalente à la température du substrat et de l'air.
Comptez une vingtaine de degré.
Pour ma part et en fonction des températures présentes au niveau de mon robinet, je fais moitié moitié.
Le top là aussi, c'est de régler le PH de l'eau avant d'arroser.
Pour ces pot de 11L, il m'a fallu à peu près 6 litres (par pot) pour mettre le substrat en place correctement.
 
L'eau n'est pas engraissée (de toutes façons, le substrat l'est déjà, mais quand bien même, vu la quantité d'eau que l'on va mettre, ça risquerait fortement le sur engraissage), on reprendra ensuite les cycles habituels tout en surveillant les plantes pour ne pas risquer un excès ou un manque sur l'arrosage suivant.
 
Tenez les feuilles du bas afin qu'elles évitent de trainer inutilement dans la "boue" pendant l'arrosage.
Arrosez délicatement sans faire de trou dans la terre et en plusieurs fois.
A chaque fois, remplissez doucement le pot sur toute sa surface et attendez qu'il n'y ai plus d'eau pour recommencer.
 

 

 

 
Vérifiez que l'eau sorte abondamment par les trous de drainage du pot.
Si ça ne sort pas par tous les trous, ou si certains coulent très peu, penchez le pot du coté de ceux ci, et ré-arrosez.
 

 
Voilà, votre plante est rempotée, le substrat est descendu de manière à faire partir toutes les bulles d'air, les racines se sont collées au nouveau substrat et peuvent ainsi continuer leur travail d'échange des deux sèves sans avoir subit un choc, bloquant ainsi la croissance de la plante pendant un temps.
 

 
Le cas échéant, rajoutez du terreau dans les endroits où il serait descendu un peu plus en créant par là des "trous", et assurez vous aussi que l'arrosage n'ai pas fait apparaitre les racines à la surface. Dans ce cas là, rajoutez aussi du terreau sur le dessus.
 

 

 

 

 
Voilà, il n'y a plus qu'à les faire rentrer dans leur confortable demeure avec un passage en période de floraison (12H/12H) prévu pour le lendemain.....
 

 
 
bye
 

 
v/c Dad-
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By azmaster,
Les plantes servent à nous soigner, de nombreux médicaments en sont issus, mais elles peuvent aussi se soigner entre elles. Si vous préférez traiter la plupart des problèmes de vos plantes sans employer le moindre produit chimique, alors ce guide va vous intéresser.
 
 
Quels sont les avantages des préparations de plantes ?
 
- elles sont économiques.
- elles sont "amusantes" à préparer.
- elles sont à la portée des enfants, contrairement à la majorité des produits phytosanitaires.
- elles ne matraquent pas les plantes, c'est de la phytothérapie.
- elles sont biodégradables à 100%.
- elles permettent de préserver la ganja de différents produits chimiques pas spécialement sympas à fumer.
 
 
Il existe 4 types de préparations à base de plantes : les extraits fermentés, les décoctions, les infusions et les macérations.
 
 
Les extraits fermentés:
 
L'essentiel à savoir pour réussir ses extraits fermentés de plantes :
 
Il vaut mieux utiliser l'eau de pluie et surtout non calcaire.
Des grandes quantités d'extraits sont plus faciles à réussir que les petits échantillons.
Il faut brasser au moins une fois par jour.
En profiter pour examiner s'il y a encore un tapis de petites bulles qui remontent, signe de fermentation. L'arrêt des bulles montre que la fermentation est terminée, il faut alors rapidement passer à l'étape suivante sinon la préparation va entrer en putréfaction.
Soutirer et filtrer, par exemple à l'aide d'une passoire de cuisine ou d'un vieux drap.
Conserver dans une cave ou un cellier pendant deux mois maximum.
 
 
Les causes d'échec :
 
Mélanger différentes plantes dans la même préparation. Elles n'ont pas la même vitesse de fermentation.
Eau de mauvaise qualité : trop froide (<15°C) ou trop chaude (>25°C); pH trop élevé (<7); trop calcaire.
Pour l'eau trop calcaire, il faut la corriger avec un peu de vinaigre (~1/4 de litre pour 30L d'eau). Attention car le calcaire bouche les stomates et empêche la stimulation par les feuilles.
Pour l'eau du robinet chlorée, il suffit de la laisser à l'air libre, par exemple dans un seau très évasé, pendant 2 à 4 jours, en brassant de temps en temps.
 
 
 
 
Les décoctions :
 
A la différence des extraits fermentés elles sont obtenues en faisant bouillir les plantes.
L'eau doit avoir les mêmes caractéristiques que pour les extraits fermentés
L'ébullition doit être maintenue durant 20 à 30 minutes, à petits bouillons et sous couvercle.
On laisse refroidir la préparation sans enlever le couvercle. Une fois refroidie on la filtre avec un simple filtre à café.
Les décoctions sont à utiliser rapidement, elles se conservent 2 jours grand max.
 
Les causes d'échec les plus fréquentes sont un temps d’ébullition exagéré et l'absence de couvercle qui fait perdre des composants précieux.
 
 
 
Les infusions :
 
Ben c'est comme pour le thé, chacun en connaît le principe. Les points-clés de la réussite sont une bonne qualité d'eau et l'absence d’ébullition au moment de l'infusion.
 
La principale cause d'échec est l'oubli d'un couvercle durant la phase d'infusion.
 
Les infusions ne se gardent que quelques jours au réfrigérateur.
 
 
 
Les macérations :
 
Elles consistent simplement, comme leurs noms l'indiquent, à laisser les plantes macérer dans l'eau froide pendant 24h.
 
Les facteurs de réussite sont la qualité de l'eau, encore et toujours, le soin mis à hacher les plantes et la température de l'eau, variant entre 16 et 20°C.
 
Les échecs proviennent d'une eau trop froide et de plantes hachées trop grossièrement.
 
 
 
 
Maintenant passons aux plantes bienfaitrices
 
 
Plantes stimulantes.
 
Elles favorisent une croissance harmonieuse, la vie microbienne du sol, et stimulent les capacités d'autodéfense aux attaques parasitaires.
 
 
Achillée. Améliore le compostage, mobilise contre les agressions, renforce les fongicides.
 
Extrait à froid réalisé en plongeant 20g de fleurs sèches dans 1L d'eau pendant 24h. Puis ajouter aux préparations fongicides à raison de 10%. Brasser pendant 10 min.
 
 
Bardane. A employer sur les plantes manquant de tonus.
 
Extrait fermenté réalisé avec 1kg de plante fraîche pour 10 litres, puis macération pendant quelques jours, à utiliser après dilution 1/20. Riche en potasse.
 
 
Camomille. Calme l'excès de vigueur des plantes. Renforce leur résistance.
 
Infusion réalisée avec 50g de fleurs sèches dans 10L d'eau chaude. Puis diluer à 5%. Mélanger aussi aux préparations fongicides.
 
 
Consoude. Favorise les germinations, stimule le compostage.
 
Extrait fermenté réalisé avec 1 kg de plante fraîche pour 10 L, puis macération pendant quelques jours. Diluer à 10% en engrais soluble au pied, et 5% en pulvérisation foliaire.
 
 
Fougère aigle. Excellente en couverture de compost et en paillage.
 
Utiliser les feuilles fraîches et les hacher grossièrement, efficace contre les limaces. Après quelques mois de paillage, peuvent être intégrées au tas de compost.
 
 
Ortie. Accélère le compostage. Renforce les plantes, lutte contre la chlorose. Favorise la photosynthèse.
 
Extrait fermenté réalisé avec 1 kg de plante fraîche pour 10 L, pendant quelques jours, à utiliser avant la putréfaction. Diluer à 5% en pulvérisation foliaire, et à 10% en arrosage des plantes et tas de compost.
 
 
Pissenlit. Améliore la structure du sol et régularise la croissance des plantes.
 
Extrait fermenté réalisé avec 1 kg de plante fraîche (rosettes de feuilles et racines, un max de fleurs) pour 10 L, puis macération pendant quelques jours, à utiliser avant la putréfaction. Diluer à 20%.
 
 
Valériane. Stimule la croissance.
 
Extrait fermenté 1 kg de plante pour 10 L. Diluer à 5% en pulvérisation foliaire, une fois par mois.
 
 
 
Plantes répulsives.
 
Beaucoup d'insectes et parasites se repèrent à l'odeur émise par leur plante préférée. Celles qui suivent ont le don de brouiller les pistes et de tromper l'ennemi.
 
 
Absinthe. Eloigne les limaces et pucerons.
 
Infusion réalisée avec une poignée de feuilles fraîches dans 1 L d'eau pendant d'heure, puis diluer à 20%. L'absinthe en fleur est la plus riche.
 
 
Capucine. Ecarte les mouches blanches et les pucerons.
 
Agit par sa seule présence : planter à proximité de la ganja suffit.
 
 
Euphorbe épurge. Eloigne limaces, taupes et campagnols.
 
Employer l'extrait fermenté réalisé avec 800 g de pousses tendres mises à macérer pendant quelques jours dans 10 L d'eau. Pulvériser
 
 
Lavande. Eloigne une foule d'insectes.
 
Infusion (100g dans 1 L d'eau). Pulvériser pur.
 
 
Lierre. Contre aleurodes, acariens et pucerons.
 
Extrait fermenté (1kg de feuilles fraîches dans 10L d'eau). Employer dilué à 5%. Ou décoction pure (100 g/L).
 
 
Mélisse. Pucerons, moustiques, aleurodes et fourmis.
 
Infusion de 50g de plante fraîche dans 1L d'eau. Pulvériser pur.
 
 
Menthe. Puceron vert, noir et cendré.
 
Infusion de 100g de plante fraîche dans 1L d'eau. Pulvériser pur.
 
 
Ortie. Repousse les pucerons et acariens.
 
Macération pendant 12h dans l'eau froide (1kg pour 10L), puis pulvériser l'extrait pur une fois filtré.
 
 
Prêle. Eloigne les araignées rouges.
 
Extrait fermenté (200g de prêle sèche dans 10l d'eau). Diluer à 5%. Pulvériser le matin de préférence.
 
 
Rhubarbe. Ecarte les pucerons, chenilles et limaces.
 
Macération à froid à base de 500g de feuilles fraîches dans 3L d'eau pendant 24h. Pulvériser pur à 3 reprises.
 
 
Rue. Contre limaces, campagnols, mulots, chats et mouches.
 
Macération de 800g de feuilles fraîches dans 10L d'eau pendant 10 jours. Diluer à 20%. Attention! Plante allergisante, prendre des gants à la cueillette.
 
 
Sureau. Ecarte taupes, campagnols et mulots.
 
Extrait fermenté à base de 1kg de feuilles fraîches dans 10L d'eau, puis macération pendant 3 jours. Employer pur en arrosage.
 
 
 
Plantes à action insecticide.
 
Même si vous employez des plantes répulsives il y a toujours le risque de voir surgir une pullulation. Ces plantes ont le pouvoir de limiter l'infestation.
 
 
Ail. Efficace contre les acariens, les pucerons.
 
Macération de 100g d'ail épluché et haché mis à macérer à froid dans 2 cuillerées à soupe d'huile de lin. Le lendemain, ajouter 1 litre d'eau de pluie, brasser et filtrer. Diluer à 5%.
 
 
Consoude. Lutte contre les mouches blanches et les pucerons.
 
Faire infuser 8 feuilles hachées pendant 20 minutes dans 1L d'eau. Laisser reposer journée et pulvériser pur.
 
 
Fougère (mâle et aigle). Contre le puceron (lanigère), les larves de taupin.
 
Extrait fermenté réalisé avec 1 kg de feuilles dans 10L d'eau pendant 4 à 5 jours. Diluer à 10% avant de pulvériser (2 applications sur le sol avant plantation pour contrer les larves de taupins).
 
 
Ortie. Lutte contre les acariens jaunes et rouges.
 
Infusion à froid de feuilles fraîches et racines hachées, à raison de 800g dans 10L d'eau pendant deux jours. Pulvériser dilué à 10%.
 
 
Saponaire. Lutte contre les pucerons.
 
Infusion de 100g de plante fraîche pour 1L d'eau. Pulvériser non dilué.
 
 
Sureau. Lutte contre les altises, les pucerons et les thrips.
 
Décoction (1kg de feuilles fraîches dans 10L d'eau, on laisse tremper 24h puis bouillir 30 min). Pulvériser non dilué. Les jeunes feuilles sont les plus intéressantes.
 
 
Le savon noir est un excellent mouillant qui renforce l'activité des insecticides en décapant la cuticule des insectes.
 
 
 
 
Pour les non-initiés des exemples de dilutions :
 
5% = 5 cl dans 1L ou 50 cl dans 10L
= 1 volume extrait + 19 volumes d'eau
 
10% = 10cl dans 1L ou 1L dans 10L
= 1 volume + 9 volumes d'eau
 
20% = 20cl dans 1L ou 2L dans 10L
= 1 volume + 4 volumes d'eau
 
v/c Dad-
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